WB实验

WB实验介绍

蛋白质免疫印迹法 (Western Blot ) ，简称WB ，是指通过SDS-PAGE胶将不同分子量的蛋白质分离开，然后将目标蛋白转移到载体(PVDF)膜上，利用抗原抗体的特异性结合，用特异性的一抗结合目标蛋白，用HRP标记的二抗结合一抗，再加以ECL发光液显色，检测组织或者细胞内某种或者某些特异性蛋白质的表达。

蛋白质免疫印迹是做蛋白质分析的一种常规技术，常用于鉴定某种蛋白，并能对蛋白进行定性和半定量分析，还可以用于蛋白质-蛋白质、蛋白质-DNA、蛋白质-RNA相互作用后续分析。

蛋白提取

1.组织总蛋白提取

准备好所需要数量的研磨管（HT-200-M），加入研磨珠（SYM-03Z），置于冰盒上备用；

Tips：研磨管较普通离心管，管壁进行了加厚处理，不易破损；采用加珠器，无需夹取，使用中全程洁净，减少蛋白降解风险。

组织块先用预冷 PBS（G4202-500ML）洗涤 2-3 次，除去血污，然后放在滤纸上，吸尽多余的 PBS 后放入对应的研磨管中，加入大约 10 倍样本体积的完全裂解液（表1），置于研磨仪（SWE-3D）中，对称放置，确认放置平衡后，盖好盖子，选择程序开始研磨。

表1：完全裂解液组分

Tips：完全裂解液能确保从样本中提取蛋白的量和状态。建议提取过程保持低温环境，研磨时采用冷冻研磨仪，减少蛋白质降解和变性。

2. 悬浮细胞蛋白提取

将细胞连带培养基一起吸入 15 mL 离心管（EP-1501-J）中，使用高速低温离心机（SLX-1024F），4℃，2000rpm，离心 5分钟，去掉上清；

Tips：SLX-1024F内仓具有温度传感器，能实时监控温度，使温度保持在设定值，有效避免样本变性和降解。

加入 1mL PBS 溶液（G4202-500ML）重悬细胞，将细胞转移到 1.5mL 离心管（EP-150X-J）中，然后 4℃，2000 rpm，离心 5分钟，去掉上清，保留沉淀，重复此步骤 2-3 次（此步骤目的为清洗细胞中残留的培养基）；

根据细胞沉淀的量加入适量的完全裂解液（表1），例如沉淀体积为绿豆大小（大概 10uL 左右）的加入大约 200μL 完全裂解液，加入适量研磨珠，放入研磨仪进行裂解；

裂解完成后，12000rpm，4℃，离心 10分钟，上清即为总蛋白溶液。

3. 贴壁细胞提取蛋白

倒掉培养基，沿细胞培养皿侧壁或者培养瓶瓶口慢慢加入 PBS 溶液，轻轻晃动平皿或者培养瓶，然后将细胞培养皿/瓶倾斜放置，用移液器（SPIP-1000）轻轻吸除残余液体，尽量轻柔，不要将细胞冲掉，清洗 2-3 次，最后一次将残余 PBS 完全吸干；

加入适当体积的完全裂解液（例如六孔板各单孔细胞长满的话，加入大约 250 μL完全裂解液），反复晃动细胞培养皿/瓶，让裂解液与细胞完全接触，用细胞刮刀（WG3010）将细胞刮下来，收集后，加入研磨珠，放入研磨仪中进行裂解；

裂解完成后，12000rpm，4℃，离心 10分钟，上清即为总蛋白溶液。

蛋白定量

目前最常用的蛋白浓度定量检测方法有两种，即Bradford法和BCA法。可以根据样品的特性（如样品中是否含有螯合剂或去垢剂）、实验条件（检测波长），选择合适的蛋白定量试剂盒。以BCA蛋白定量检测试剂盒为例，当蛋白浓度在50-2000 μg/mL浓度范围内有较好的线性关系。

取适量蛋白提取步骤中未变性的总蛋白溶液，使用 BCA 蛋白定量检测试剂盒（G2026-200T）测蛋白浓度，蛋白浓度测定方法如下：

配制蛋白标准贮备液

取1 mL蛋白标准配制液加入到蛋白标准品（BSA）蛋白标准管中，将25 mg蛋白标准品完全溶解，即得到浓度为25 mg/mL的蛋白标准贮备液。配制成的蛋白标准溶液可-20℃长期保存。

Tips：确保样品稀释适当，避免过高的蛋白浓度影响测定结果。        

配制蛋白标准工作液

配制蛋白标准工作液：取适量25 mg/mL蛋白标准贮备液，用PBS或生理盐水（G4702-500ML）稀释50倍，得到终浓度为0.5 mg/mL的蛋白标准工作液。注意稀释时按照10倍梯度方法稀释，确保稀释准确。

绘制标准曲线（酶标仪法）

将蛋白标准工作液分别按0，1，2，4，8，12，16，20 μL加到96孔板（ESP-96-D）中，然后用PBS或生理盐水依次加20，19，18，16，12，8，4，0 μL将上述梯度工作液补足到20 μL。得到蛋白浓度依次为0，25，50，100，200，300，400，500 μg/mL的梯度曲线。

准备待测样品

将待测的蛋白样品进行适当稀释（可通过预实验检测，使样品蛋白浓度在标准曲线范围内，确保检测结果可信），按照每个样品20 μL的量加到96孔板中。待测样品与蛋白标准品用相同溶液稀释。

配制BCA显色工作液

将BCA试剂与硫酸铜溶液按照50:1体积比充分混合均匀，得到BCA显色工作液。BCA显色工作液可室温保存，24 h内使用。每个待测样品需200 μL，建议按需配制，避免浪费。

检测

向标准曲线样品孔及待测样品孔中每孔加入BCA显色工作液200 μL，充分混匀（可将96孔板放在振荡器上振荡30 s），37℃反应30 min后，以标准曲线0号做参比，在562 nm波长下比色测定，记录各孔吸光度值。（注：也可以在室温反应2 h，或60℃反应30 min。如果蛋白浓度较低，建议置于60℃反应）

计算

以标准曲线中梯度蛋白含量（μg/mL）为横坐标，吸光值为纵坐标，绘出标准曲线。根据所测样品的吸光值，在标准曲线上即可查得相应孔中待测样品的蛋白浓度（μg/mL），再乘以样品稀释倍数即为待测样品实际蛋白浓度。

电泳制胶

制备的蛋白样本通过聚丙酰胺凝胶按分子量大小电泳分离。可以根据凝胶体系、蛋白分子量大小、凝胶配置方法选择合适的制胶试剂盒。

表2：制胶试剂盒选择指南

详细步骤：

1. 清洗玻璃板

用洗涤剂清洗玻璃板（G6052-1.0T），清水冲洗两次，再用纯水（G4701-500ML）漂洗一次，斜放在多彩电泳玻璃板沥水架（TR-001）上，自然晾干或者烘干；

Tips：水印可能会干扰蛋白质的迁移，导致条带的变形或模糊，影响结果的准确性，玻璃板斜放晾干更快，底部不留水印。

2. 配制分离胶和浓缩胶

根据目标蛋白分子量大小，选择赛维尔一步法PAGE彩色凝胶超快速配制试剂盒（表2）。

Tips1：试剂盒恢复室温后再使用，降低凝胶过程产生气泡的可能性。

表2：不同浓度PAGE下层胶（分离胶）的最佳分离范围

根据实验需求，等比例混合溶液A和B，分别配制下层胶溶液、上层胶溶液。然后准确吸取上层胶彩色染料，加入凝胶液中，混匀。灌胶前加入适量的改良型促进剂。不同规格以及不同厚度的玻璃板可以等比例调整上层胶和下层胶溶液的配制体积，以常用规格8.3 cm×7.3 cm凝胶板（单块）为例，推荐配制体系如下表格：

装配好凝胶制具，向两块玻璃板中间胶室中缓慢注入配制好的下层胶溶液至胶室的2/3到3/4处（根据实际实验需求来定），直接加入配制好的上层胶溶液，插入梳子，待其凝固（约10-15min）后即可使用

Tips2：WB配制凝胶时，上层胶（浓缩胶）和下层胶（分离胶）加入的量过多或者过少，都会影响蛋白质的迁移和分辨率，最终影响实验结果。赛维尔电泳玻璃板（G6052-1.0T），全部加带刻度线，按刻度线制胶，将下层胶加至刻度线处，再加入上层胶，不会出错。

Tips3：梯度胶具有分辨率高、分离效果好、适用范围广的特点，可以使用赛维尔一步法手动梯度PAGE彩色凝胶快速配制试剂盒（G2193-50T）配制梯度PAGE凝胶，一个试剂盒，大/中/小分子量蛋白都能有效分离。如果梯度胶需求量比较大，可以使用赛维尔制胶仪（T-20 PLUS）搭配大通量制胶器（BVE-V10），能够批量配制4-20%各种浓度梯度胶、等度胶，只需简单设置参数，仪器自动配胶、一键灌胶、自动清洗。

蛋白电泳

将凝固好的蛋白胶安装到垂直电泳仪（BVE-4或者SVE-4）中，拔掉梳子，如果点样孔弯曲，可用上样针拨正，倒入电泳缓冲液，如果此时缓冲液中有较多泡沫，可以使用电泳专用消泡剂（G2189-100ML），对准泡沫，按压喷洒至无气泡既可。之后可进行上样，Marker孔加入5-10μL蛋白Marker（图1），样本加入蛋白上样缓冲液处理后进行上样（蛋白总上样量30-50μg）。按照标记，将垂直电泳仪正负极连接至电泳电源（SPW-DM），将电压调至 60-90V；样品进入分离胶之后，将电压调至120-150V，等到溴酚蓝指示剂距离胶最底部大约1cm，即可终止电泳（想要更快完成电泳实验，或对小分子蛋白分离要求更高，建议选用G2149-1L SWE快速高分辨电泳缓冲液，可全程200-250 V恒压，约30min可完成电泳，大大节约时间，并且对小分子蛋白分离效果更好）。

图1：不同蛋白marker的指示范围

Tips1：选择蛋白Marker时，要确保其分子量范围能够覆盖目标蛋白的大小，并根据是否需要实时监测或精确分子量来选择预染或可显影蛋白Marker（G2086-250UL）。赛维尔蛋白Marker系列种类齐全，浓度高，条带清晰锐利。

Tips2：蛋白上样缓冲液有气味，是因为含有毒、刺鼻的二硫苏糖醇（DTT）、巯基乙醇，建议选用无气味的蛋白上样缓冲液（G2075-10ML），能减少试剂对身体的危害。

Tips3：在进行蛋白上样时，应保证点样均匀、准确。建议WB点样吸头（TP-10WB-C），专用于WB实验点样，能有效避免挂壁，样本吸附少，上样量更准。加长的设计，也能更精确地将样本点入孔中。

Tips4：不同凝胶体系，搭配不同电泳缓冲液。电泳缓冲液和凝胶体系不适配时，可能导致蛋白质迁移异常、条带丢失或淡化，建议使用即用型电泳缓冲液（G2149-1L）或包含所有组分、无需调节pH的缓冲液粉剂，避免因为配制过程出错，造成实验失败。

Tips5：WB电泳时，应注意垂直电泳仪电极正负极安装正确，电极安装反会造成，蛋白反向迁移，影响实验结果。建议使用正负极标记易区分的垂直电泳仪（BVE-4）。

蛋白转膜

1. 制作转膜“三明治”

在盛有转膜缓冲液的WB专用切胶托盘（WSLQP）中操作，按 ‖ 正极（+，红色面）｜海绵（G6002）｜滤纸（G6001-16）｜PVDF膜（G6047-50-0.45）｜胶｜滤纸｜海绵｜负极（-，黑色面） ‖ 的顺序。也可以使用赛维尔WB免滤纸转膜海绵（G6048-2），省去传统“三明治结构”中的转膜滤纸，方便快捷高效。在整个过程中，推荐使用WB专用切胶铲（WCD-74）进行切胶，WB专用镊子（SVT-NZ）移取印迹膜，WB专用滚轮（SVT-GL）去除三明治结构中的气泡。

Tips1：“三明治结构”放置的顺序不正确，会影响蛋白质的转印效果，还有可能损坏转膜设备，建议使用WB免滤纸转膜海绵（G6048-2)，降低放置错误的概率。

 使用WB免滤纸转膜海绵时，“三明治结构”放置顺序

2. 设置转膜条件

在转印夹中依次放置好转印材料后，按照红对红，黑对黑的方向，将转印电泳仪（BVT-4/SVT-4）的转印夹放入转印芯（转印芯可同时放置4块转印夹）；加入免冰浴快速转膜缓冲液，设定恒流400 mA，转膜时间15-30 min（此条件针对1.0 mm厚的凝胶，如凝胶厚度为0.75 mm，适当减少转膜时间；如凝胶厚度为1.5 mm，适当延长转膜时间）完成蛋白转膜。

Tips1：WB电泳需设置电压条件，WB转印需设置电流条件，避免混用或弄错，造成实验失败。当需要同时进行WB电泳和WB转膜实验时，应使用双模组电源（SPW-DM）。

封闭孵育

1. 剪膜标记

   待转膜完成，关掉电泳电源，将转膜夹从转印槽中取出，打开转膜夹，左边红色，右边黑色，去掉海绵和滤纸，将膜进行剪角标记，再将膜翻面，转印有蛋白的那一面朝上，放入装有1×TBST 缓冲液（G2150-1L）的抗体孵育盒（G9055-4）中；

   Tips1：当对较多的印迹膜进行孵育时，因注意标记区分，避免弄混，且标记应耐受后续实验试剂的漂洗，避免褪色对膜的成像检测结果造成影响，推荐使用载玻片专用记号笔（G6101）。并使用带有数字标记专为WB设计的抗体孵育盒。        

2. 洗膜封闭

   完成转膜后，用1×TBST洗涤印迹膜1-2分钟；倒掉TBST，加入无蛋白快速封闭液（G2052-500ML），确保封闭液能完全覆盖膜，并将抗体孵育盒置于水平摇床（分体式）（SYC-FP200）上封闭5分钟；

3. 一抗孵育

   封闭完成后倒出无蛋白封闭液，用1×TBST清洗印迹膜10秒。使用一抗稀释液（G2025-100ML）稀释一抗，稀释倍数参考对应一抗使用说明书，制成一抗工作液；在印迹膜上加入一抗工作液后，盖上抗体孵育盒盖子，置于水平摇床（分体式）（SYC-FP200）上，放入冰箱过夜孵育。

4. 摇床洗脱

   次日，在抗体孵育盒加入 1×TBST，于水平摇床（分体式）（SYC-FP200）上洗脱三次，每次5min；

5. 二抗孵育后洗脱

   将二抗用二抗稀释液（G2009-100ML）稀释至说明书建议倍数，在印迹膜上加入二抗工作液后，盖上抗体孵育盒盖子，置于水平摇床（分体式）（SYC-FP200）上，室温下慢摇孵育 30min。用 1×TBST 快速涮洗膜三次。再在抗体孵育盒加入1×TBST，置于摇床上快速洗脱三次，每次 5min。

成像检测

1. 化学发光

   将ECL A和B液按照 1:1比例混合好后备用，将洗脱完的PVDF膜取出放在吸水纸上，稍微吸干膜上面的液体，将膜放入混合好的ECL发光液中，让液体完全浸没膜，待反应1min之后，将膜取出放入化学发光仪托盘上，按照预设程序开始化学发光，曝光完成之后，保存原始图为TIFF格式。

   Tips1：避免直接使用使用灵敏度较高的ECL发光液，一旦出现过曝，就算更换成灵敏度较低的ECL，也无法使条带上的膜恢复正常，还可能出现膜反白的现象。推荐使用ECL发光液组合装（G2161-200ML）。        

2. 成像检测

   利用多功能成像系统（SCG-W5000）进行成像检测：点击化学发光功能，设置文件名和结果存储位置后，选择曝光模式（自动曝光/手动曝光）和拍摄模式（高质量/标准/高灵敏），点击拍摄

          

   实验场景一：信号较弱的条带，如何一次就完成曝光，获得好的效果图？        

   可以在自动曝光的基础上，直接增加曝光时间，即可累加条带信号；

   实验场景二：一张膜中检测两个抗体指标，条带信号强弱不同时，一次曝光无法得到两个指标条带都满意的结果？        

   可以在曝光结束后，通过调整时间轴至不同位置，获得曝光时间内不同时间的条带信号结果；

   实验场景三：WB曝光结束后，对条带信号强弱不满意？        

   可以随时在电脑上利用分析软件对结果进行调整并输出；

   实验场景四：多张膜曝光，需要在一起上逐个的曝光每张膜，长时间操作，机器不够用？        

   可以将多张膜同时放进仪器内进行曝光，设置较长的曝光时间，尽量让所有膜上的条带全部曝光出来，在电脑上用分析软件进行调整；

   实验场景五：手动曝光时，无法精准设置时间，得到合适的效果图？        

   可以实时观察到条带信号的变化，曝光过程中如果看到满意的条带，可以随时手动点击停止曝光。

染胶染膜

1. 考马斯亮蓝染色（染胶）

   取出电泳后的聚丙烯酰胺凝胶，放入干净的器皿中，用实验室纯水（G4701-500ML）清洗三次，每次20 s；倒出纯水后加入考马斯亮蓝超快染色液（G2059-250ML）20 mL(以淹没凝胶为准)，使用多功能型摇床（DS-3D100），振荡染色30 min（可根据蛋白显色条带深浅实时调整凝胶染色时间）；倒出染色液，纯水振荡清洗30 min，脱色时间越长背景越浅(根据实验需求调整脱色时间)，如需要获得更低背景的凝胶可用纯水脱色1 h以上或者过夜。

   Tips1：考马斯亮蓝染色液有刺激性气味，是因为含有乙酸，且通常还含有毒甲醇，推荐使用考马斯亮蓝超快染色液(G2059-250ML)，无污染无毒无刺激性气味，高度环保，染色30min可检测低至30ng蛋白。        

2. 丽春红染色（染膜）

   将PVDF膜、硝酸纤维素膜或醋酸纤维素膜浸没在丽春红染色液中，用多功能型摇床（DS-3D100），振荡染色3-5 min或更长时间，直至出现清晰条带。将染色后的膜于蒸馏水中漂洗数秒，稍微洗去背景颜色，直至背景较浅、蛋白条带清晰。用蒸馏水、PBS或其它适当溶液漂洗2-3次，每次3-5 min，去除丽春红，进行后续的Western实验。

蛋白提取

RIPA裂解液在裂解过程中，溶液变得粘稠怎么办？

可能原因：

1. 裂解液体积较少组织裂解不充分；

2. 组织或细胞的基因组DNA释放出来变得粘稠。

解决办法：

1. 可以多加RIPA裂解液并用移液器反复吹打至不粘稠；

2. 加入全能核酸酶降解核酸。

蛋白定量

Bradford法和BCA法，分别受到待测样本中哪些物质的影响？

电泳制胶

1. 玻璃板与胶之间或者是胶里面有气泡？

   玻璃板和胶之间有气泡：

   1、玻璃板没有清洗干净，建议玻璃板用洗洁精清洗干净后纯水冲洗；

   2、制胶器本身的缘故，拆胶时容易产生气泡，拆胶时应小心，拔梳子时不要左右晃动；

   胶里面有气泡：

   1、胶凝固是一个放热的聚合反应。温度越低，液体中溶解的气体越多，凝胶过程会有很多气泡产生。建议将凝胶试剂盒从冰箱取出先平衡至室温；

   2、灌胶时移液器冲击力大有气泡，拿整个制胶器放桌子上震两下，让里面的气泡浮上来。

2. 制备SDS-PAGE凝胶，30分钟胶也没凝

   1、温度对于胶的凝固时间影响较大。为保证实验顺利进行，一般温度越低，凝固时间越长，可适当增加改良型促凝剂用量；温度越高凝胶越快，可适当减少改良型促凝剂用量；

   2、制胶时各组分要充分混匀，最好放在涡旋仪上混匀；

   3、改良型促凝剂反复冻融可能会失效。改良型促凝剂相较于过硫酸铵（AP）稳定性更好，使用时拿出一支，使用结束后于4℃保存，以便后续常规使用，可保存六个月；若长期不用请放置于-20℃保存，避免反复冻融；

3. 使用制胶试剂盒制胶，加样时胶孔里有残胶的原因？

   可能原因：

   梳子和玻璃板不匹配，梳子太松了；

   胶凝的速度太快，浓缩胶没凝好。

   解决办法：

   选择匹配的梳子，另外梳子用的时候太久也会变薄，需要定时更换梳子；

   降低改良型促凝剂的用量，让胶凝的慢一些。

蛋白电泳

1. 恒压200V电泳时，实时电流很高（例如：500mA）

   原因：外槽电泳液过多，造成了短路，电泳会直接从正极到负极。

   体现：恒压电泳时，实时电流值很高、蛋白泳动速度过慢，甚至出现电极电解。

   解决方案：        

   1、赛维尔SVE-4/BVE-4电泳槽进行了升级，外槽增加溢液孔，当外槽电泳液加入过多时，会直接流出，保证内、外槽液面低于电极；

   
   

         

   2、电泳时往内槽加入电泳液，让内槽电泳液过满，溢到外槽，外槽电泳液的液面是内槽液面的一半即可停止加入。

2. 恒压200V电泳时，实时电流很低（例如：40mA）

   原因：内槽电泳液偏少，造成了断路、电流不均一。

   体现：恒压电泳时，实时电流值很低、蛋白泳动速度过慢，出现条带歪斜。

   解决方案：电泳时往内槽加入电泳液，让内槽电泳液过满，溢到外槽，外槽电泳液的液面是内槽液面的一半即可停止加入。

3. 同一管变性蛋白，在SWE高分辨电泳缓冲液中出现溴酚蓝分层的现象，而使用普通电泳缓冲液则没有出现这种现象？

   溴酚蓝出现分层是正常的，SWE高分辨电泳缓冲液分辨率高，适合分离一些小分子量蛋白，也就是下面的小分子量的条带会分离得比较开，溴酚蓝的分子量比较小，在这种分离度下分离得更开，就出现了2-3条的染色带；另外，溴酚蓝只是一个指示剂，不能代表蛋白条带的真实情况，只需重点关注曝光后的结果图就行。

4. 使用不同公司的预染marker同时电泳 ，marker指示结果不同

   1、市面上的预染蛋白marker都不是单纯的蛋白，蛋白上面有染料的修饰，所以指示的分子量本身就是“~”约等于，不是精确大小，有一定误差在里面，这个是正常现象，跟胶体系、胶浓度、电泳缓冲液有关。

   2、可显影蛋白marker G2086中有4条预染蛋白条带，8条无染料修饰的蛋白条带，没有染料修饰的条带所指示的分子量更为精准。

5. 边缘的蛋白marker条带变歪

   原因：        

   样本中蛋白浓度高，挤压蛋白marker，marker变形；

   解决办法：        

   1、建议稀释样本或者降低样本上样体积；

   2、建 议 左 右 两 侧 空 的 泳 道 加1*loading，上样体积和样本的上样体积一致。

蛋白转膜

转膜后，PVDF膜很花，没有条带的原因？

1. PVDF膜未激活，使用PVDF膜转膜前，需要用无水乙醇或甲醇激活PVDF膜上的正电集团，这样才可以与带负电荷的蛋白结合；

2. 转膜的“三明治”结构太松，转膜海绵使用时间太长会变薄，要及时更换转膜海绵，转膜滤纸建议不要回收使用，如果“三明治”结构很松，可以左右两侧再多加一张转膜滤纸。

成像检测

1、问题：曝光时PVDF膜全黑？

可能原因及解决办法：

原因：一抗二抗浓度高、没有封闭好、没洗干净、ECL灵敏度过高

解决办法：降低一抗二抗稀释比、换封闭液、加强洗涤、稀释或选用灵敏度较低的ECL

2、问题：WB条带粘连？

可能原因及解决办法：

1、样本上样量大，需要降低样本上样量；

2、一抗抗体浓度高，降低一抗抗体浓度。

3、问题：使用超敏ECL后条带返白？

可能原因及解决办法：

原因：目的条带荧光过强，快速消耗发光底物，底物消耗完之后就会出现反白的情况。

解决办法：降低样本上样量或者降低一抗、二抗浓度或者使用灵敏度低的ECL发光液。

染胶染膜

1. 考马斯亮蓝染色之后G2086仅4条预染的条带被染色，可显影蛋白条带未被染色?

   可能原因：

   G2086中可显影蛋白浓度很低，考染检测灵敏度只能达到ng级（一般最低 20ng）。

   解决办法：

   建议将Marker上样体积提高到最大量（至少20μL），考染后，充分脱色；

   建议更换成G2087等预染Marker。

2. 考马斯亮蓝染色之后胶缩小?

   可能原因：

   脱色液中含有无水乙醇，凝胶脱水，体积变小；

   解决办法：

   脱色完毕之后，放到纯水中浸泡，就可以恢复原来大小。