产品信息

产品简介

本试剂盒通过特别优化的裂解缓冲体系，结合超顺磁性磁珠特异性结合DNA的特点，可从20-300 mg富含多糖、多酚的植物组织样本（叶片，种子，果实等）中安全、快速、高效地提取基因组DNA。特别优化的裂解缓冲体系可以去除植物样本中的多糖、多酚、蛋白质及细胞碎片等杂质。无需苯酚、氯仿等有机试剂，无需多步离心。提取得到的基因组DNA可用于后续的YCR反应、酶切反应、Southern杂交以及RAPD、AFLP、RFLP等多种常规分子生物学实验。

储存与运输

RNase A冰袋（wet ice）运输，-20℃保存；其余试剂室温运输，室温储存；有效期12个月。

组成

使用前须知（请仔细阅读）

1. Buffer PGLA如有沉淀现象，请于65℃加热溶解，待恢复至室温后使用。

2. 使用前请向Buffer GD中加入24 mL无水乙醇，向Buffer YW中加入56 mL无水乙醇，混匀后使用。

3. 植物组织样本的起始量对基因组DNA的提取效果有很大影响。若起始量过多，基因组DNA的提取质量与相对收量都会有所降低。在实验开始之前，请参考下表Table 1中植物组织样本不同起始量对应的Buffer PGLA和Buffer PGLB的适宜使用量。

Table 1植物组织样本不同起始量对应的Buffer PGLA和Buffer PGLB的使用量

注：植物叶片的起始量推荐量为50-100 mg；植物种子的起始量推荐量为20-100 mg；植物果实、块茎的起始量推荐量为100-300 mg。

操作步骤

1. 植物组织样本裂解：

a. 裂解液＋研磨仪研磨裂解：提前向2.0 mL Nuclease-free研磨管（推荐YT-200-M）中加入Buffer PGLA（Table 1中的推荐使用量），再加入3-4颗4 mm的研磨钢珠（推荐Y0115-200G），取新鲜或超低温冻存的植物组织20-300 mg（叶片样本剪碎至0.5 cm²，种子样本优先去壳切成碎末，果实、块茎样本切碎至米粒大小），迅速转移至研磨管中，将研磨管置于研磨仪（推荐YWE-3D）中进行研磨（推荐研磨程序：频率70HZ，每次30 s，研磨15-20次，每次间隔5 s，如果是比较难研磨的样本，可以将研磨次数增加至30次或者更多），直至研磨成匀浆状（如果组织没有被彻底匀浆，会影响DNA的得率和质量）。待充分研磨后，加入20 μL RNase A，颠倒混匀，65℃孵育15 min，每隔5 min颠倒混匀一次。

b. 液氮＋研磨仪研磨裂解：取新鲜或超低温冻存的植物组织20-300 mg（叶片样本剪碎至0.5 cm²，种子样本优先去壳切成碎末，果实、块茎样本切碎至米粒大小），迅速转移到装有3-4颗3 mm的研磨氧化锆珠（推荐Y0214-150G）并用液氮预冷的2.0 mL Nuclease-free研磨管（推荐YT-200-M）中，将研磨管置于研磨仪（推荐YWE-3D）中（放置研磨管前将适配器于液氮中迅速预冷）进行研磨，直至研磨成粉末状（如果组织没有被完全研磨成粉末状，会影响DNA的得率和质量）。加入Buffer PGLA（Table 1中的推荐使用量）混匀，再加入20 μL RNase A，颠倒混匀，65℃水浴15 min，每隔5 min颠倒混匀一次。

c. 液氮＋研钵研磨裂解：取新鲜或超低温冻存的植物组织20-300 mg（叶片样本剪碎至0.5 cm²，种子样本优先去壳切成碎末，果实、块茎样本切碎至米粒大小），迅速转移到用液氮预冷的研钵中，加入液氮，用研杵研磨组织，其间不断加入液氮，直至研磨成粉末状（如果样本没有完全研磨成粉末状，会影响DNA的得率和质量）。将研磨成粉末的样本加入到含有Buffer PGLA（Table 1中的推荐使用量）的1.5 mL Nuclease-free离心管中混匀，再加入20 μL RNase A，颠倒混匀，65℃水浴15 min，每隔5 min颠倒混匀一次。

d. 液氮＋研杵棒研磨裂解：取新鲜或超低温冻存的植物组织20-300 mg（叶片样本剪碎至0.5 cm²，种子样本优先去壳切成碎末，果实、块茎样本切碎至米粒大小），迅速转移到用液氮预冷的1.5 mL Nuclease-free离心管中，加入液氮，用一次性研杵棒研磨组织，其间不断加入液氮，直至研磨成粉末状（如果样本没有完全研磨成粉末状，会影响DNA的得率和质量）。向离心管中加入Buffer PGLA（Table 1中的推荐使用量）混匀，再加入20 μL RNase A，颠倒混匀，65℃水浴15 min，每隔5 min颠倒混匀一次。

2. 向离心管中加入Buffer PGLB（Table 1中的推荐使用量），充分颠倒混匀，冰上放置5 min；

3. 12,000 rpm，4℃离心5 min，将上清转移至一新的离心管中（如果取得的上清中仍存在有漂浮物，需要再次12,000 rpm，4℃离心5 min，将上清转移至另一新的离心管中）；

4. 向第3步加入与上清等体积Buffer GB，充分上下颠倒混匀；

5. 加入与上一步混合液等体积的异丙醇，充分上下颠倒混匀。再加入40 μL SweMag Beads（SweMag Beads使用前需分散均匀），使用移液器吹打或涡旋振荡混匀；

6. 室温静置10 min，放置过程中，使用移液器吹打或涡旋振荡混匀数次，保持磁珠处于悬浮状态；

7. 将离心管移至磁力架上静置30 s（如果第5步的混合液体积超过2 mL，将混合液分批次转移至2 mL离心管中进行吸磁，或者使用更大规格的磁力架），待上清清澈后，吸弃上清；

8. 加入600 μL Buffer GD，移开磁力架，使用移液器吹打或涡旋振荡至磁珠分散均匀，将离心管移至磁力架上静置30 s，待上清清澈后，吸弃上清；

9. 加入700 μL Buffer YW，移开磁力架，使用移液器吹打或涡旋振荡至磁珠分散均匀，将离心管移至磁力架上静置30 s，待上清清澈后，吸弃上清；

10. 重复步骤9；

11. 将离心管盖打开，室温放置5-10 min，使乙醇完全挥发（避免磁珠过度干燥，以免影响核酸得率）；

12. 移去磁力架，向离心管中加入80-100 μL Buffer TE或Nuclease-free Water，使用移液器轻轻吹打或涡旋振荡至磁珠分散均匀，室温静置5 min；

13. 将离心管置于磁力架上，直至磁珠完全吸附，吸取上清至一新的1.5 mL Nuclease-free离心管中，即得高纯度的基因组DNA。

注意事项

1. 超低温冻存的植物样本避免反复冻融，否则会影响提取的DNA质量与产量。

2. 对于核酸含量较多的植物组织，可将样本起始量减少；对于核酸含量少的样本，可将样本起始量增加。

3. 对于含水量较多、核酸含量低的植物样本（如番茄果实，土豆块茎，多肉植物叶片等），可以增加样本起始量。

4. 磁珠悬液在保存过程中应避免冷冻；磁珠易沉降，使用前应充分振荡使其保持均匀悬浮状态。

5. 向样本中加入磁珠前，需要将样本中的试剂充分混合均匀。

6. 洗脱DNA前应使乙醇完全挥发，避免残留的乙醇影响下游实验。

7. 请勿长时间干燥磁珠，以免影响基因组DNA洗脱效率。

附表：

本试剂盒对多种植物样本基因组DNA提取量见下表，基因组DNA的得量和样本类型、部位以及生长状态有关，样本推荐用量如下表。

产品仅供科研用途，不用于临床诊断！

附操作流程简图

（产品包装升级中，以实物为准。）